В последнее время изучение молекулярных механизмов повреждения нервных тканей и поиск путей восстановления возникающих нарушений после него ведутся очень интенсивно. Тяжелая травма позвоночника, осложненная повреждением спинного мозга (СМ) остается одной из актуальных медико-социальных проблем, т.к. ведет к глубокой инвалидизации пострадавших. Отсутствие в настоящее время эффективных методов лечения и реабилитации при данной патологии способствует интенсивному изучению молекулярных механизмов травмы нервных тканей. Одним из метаболитов, активно участвующих в развитии посттравматических состояний при повреждении нервной ткани является железо.

Известно, что поражение СМ сопровождается гибелью клеток и кровотечением, что вызывает увеличение пула свободного железа. Считается, что избыточное количество ионов железа может инициировать вторичное повреждение тканей путем усиления свободно-радикальных процессов. В этом случае возможно усиление процессов биоминерализации железа в тканях, результатом которых является образование кристаллических оксидов железа. Метод ЭПР позволяет зарегистрировать такие кристаллы.

К настоящему моменту известно о наблюдении сигналов электронного магнитного резонанса (ЭМР), зависящих от ориентации магнитного поля, в травмированных нервных тканях. Данные сигналы были зарегистрированы в травмированном седалищном нерве лягушки [1] и травмированном СМ кошки [2]. Уже в первой работе, обнаружившей анизотропный сигнал в нервной ткани, высказывалось предположение о его ферромагнитном происхождении, однако источники этого типа сигналов и их характеристики не были установлены. Определение природы данных сигналов ЭМР может дать дополнительную информацию о молекулярных процессах, развивающихся после травмы нервной ткани, что может способствовать разработке новых методов коррекции возникающих метаболических сдвигов.

В данной работе методом ЭПР-спектроскопии было проведено изучение биоминерализации железа в тканях спинного мозга в условиях его травмирования. Исследована природа возникающих сигналов ЭМР в ткани травмированного СМ крысы через 7 дней после травмы. Проведено количественное сопоставление сигналов в травмированных и здоровых тканях.

Были изучены ткани СМ: контрольные (n=3) и с экспериментальной моделью травмы спинного мозга (ТСМ) (n=6). Моделирование ТСМ осуществляли по методике Аллен [3]. В тканях СМ обнаружены два типа сигналов ЭМР, соответствующих кристаллическим оксидам железа, образующимся в результате биоминерализации. Изучены их температурные и угловые характеристики. Первый тип, характеризующийся зависимостью Нрез от ориентации в магнитном поле, отнесен нанокристаллическому магнетиту. Второй тип, характеризующийся суперпарамагнитным температурным поведением, отнесен кристаллическому ядру ферритина, ферригидриту. Первый тип сигналов преобладал в травмированных тканях, второй – в контрольных и примыкающих к травме участках СМ. Были оценены интегральные интенсивности сигналов ЭМР в тканях. Обнаружено заметное увеличение сигнала ЭМР непосредственно в области травмы по сравнению с соседними областями СМ, а также по сравнению с аналогичными нетравмированными тканями СМ контрольных крыс, в среднем более чем в 2 раза, свидетельствующее о накоплении кристаллического железа в травмированной ткани. У крысы, с максимальным эффектом, сигнал в области травмы возрастал в 10 раз. Установленное увеличение количества кристаллических оксидов железа в травмированном СМ может быть связано с явлением «железо гомеостатического отклика» [4].

Обнаруженные в данной работе сигналы в тканях травмированного СМ и прилегающих отделах (выше и ниже травмы) обусловлены оксидами железа, в основном магнетитом и ферритином. Обнаружены разные виды угловой анизотропии Нрез, что свидетельствует о различной геометрии распределения накапливающихся кристаллических образований (в виде пленок, 3-х мерных структур, дисперсных наноразмерных зерен).

Следует отметить, что по данным литературы [5] период 7 дней после травмы характеризуется интенсивными процессами демиелинизации аксонов и увеличением количества макрофагов, которые способны утилизировать железо посредством ферритина и защищать клетки от гибели [6].

Изучение таких сигналов может быть важно, поскольку их амплитуда может отражать интенсивность патологического процесса демиелинизации нервных волокон, а оценка интенсивности сигналов в крови позволит контролировать интенсивность этих процессов в ходе лечения спинальных травм. Обнаруженный нами эффект согласуется с имеющимся в литературе предполагаемым механизмом развития тканевых молекулярных процессов. При этом применение метода ЭПР-спектроскопии позволит перейти к полуколичественной оценке наблюдаемого явления.

Исследования методом ЭПР-спектроскопии проводили в КФТИ ФИЦ КазНЦ РАН в рамках выполнения госзадания.



1. Commoner B., Woolum J.C., Larsson E. Science 165, 703-704 (1969)

2. Milvy P., Kakari S. et al. Ann. of the New York Acad. of Sci. 222, 1102-1111 (1973)

3. Allen A.: JAMA (The Journal of The American Medical Association) 57, 878–80 (1911)

4. Rathore K. I., Kerr B.J. et al. Journal of Neuroscience, 28 (48) 12736-12747 (2008)

5. Plemel J. R., Keough M.B. et al. Progress in Neurobiology 117, 54-72 (2014)

6. Mesquita G., Silva T., Gomes A.C. et al. Scientific Reports. 10, 3061 (2020)

Recently the study of the molecular mechanisms of damage of neural tissues and the search for the ways to restore resulting disorders after it, have been very intensive. Severe spinal injury, complicated by spinal cord (SC) damage remains one of the urgent medical and social problems, because it leads to severe disability of the patients. The current lack of effective methods of treatment and rehabilitation for this pathology encourages the intensive study of the molecular mechanisms of neural tissue injury. Iron is one of the metabolites actively involved in the development of post-traumatic conditions in the case of damage of the neural tissue.

It is known that the injury of SC is accompanied by the death of cells and bleeding, which result in increase of free iron pool. It is believed that an increased amount of iron can initiate the secondary tissue damage by growing free-radical processes. In this case, the increase of iron biomineralization process in SC tissue is possible. That results in formation of crystalline iron oxides. The EPR method allows us to detect such crystals.

To date, it is known about the observation of Electron Magnetic Resonance signals (EMR), depending on orientation of magnetic field in injured neural tissues. These signals were registered in injured sciatic nerve of frog [1] and in injured cat spinal cord [2]. In the first study, which discovered the anisotropic signal in the neural tissue, its ferromagnetic origin was suggested, but the sources of the signals and their characteristics were not established. The defining the nature of the EMR signals can give an additional information about molecular processes developing after neural tissue injury, and can contribute to the development of new methods to correct the emerging metabolic shifts.

In this study the method of EPR spectroscopy to investigate iron biomineralization in spinal cord tissues in conditions of injury was used. The nature of signals emerging in injured rat SC 7 days after trauma was investigated. A quantitative comparison of signals in injured and healthy tissues was carried out.

The tissues of control rats (n = 3) and rats with an experimental model of the spinal cord injury (SCI) (n = 6) were studied. SCI modeling was made according to Allen method [3]. In SC tissues two types of EMR signals corresponding to crystalline iron oxides formed as a result of biomineralization were detected. Their temperature and angular behavior have been studied. The first type, characterized by the orientation dependence of Hres in magnetic field, is attributed to nanocrystalline magnetite. The second type, characterized by superparamagnetic temperature behavior, is attributed to the crystalline core of ferritin, ferryhydrite. The first type signal prevailed in injured tissues, the second - in control and adjacent sections to injured SC. The integral intensities of EMR signals in the tissues were evaluated. An evident increase in EMR signal was found directly in the area of injury compared to adjacent SC sections, as well as compared to the similar uninjured SC tissues of control rats, on average twice as much and more, indicating the accumulation of crystalline iron in injured tissue. In the rat, with the maximum effect, the signal in the injury area 10 times increased. The estimated increase in amount of crystalline iron oxides in the injured SC may be due to the phenomenon of “iron homeostatic response” [4].

The signals found in this study in injured SC tissues and adjacent tissues (above and below the injury site) are due to iron oxides, magnetite and ferritin. Different types of angular anisotropy of Hres were found, demonstrating varied distribution of accumulating crystalline particles (in the form of films, 3D structures, dispersed nanosized grains).

It should be noted that according to the literature [5], the period of 7 days after the injury is characterized by intensive processes of axon demyelination and an increase of macrophages that can hadle the iron by means of ferritin and protect cells from death [6].

The study of such signals is of importance, since their amplitude may correlate with the intensity of demyelination pathological process in the nerve fibers, and the evaluation of the intensity of the signals in the blood allows to control the intensity of these processes during the treatment of spinal injuries. The effect we detected is consistent with the mechanisms of the development of tissue molecular processes at spinal cord injury in the literature. At the same time, the use of the EPR method allows to move towards a semiquantitative assessment of the observed phenomenon.

Electron spin resonance studies were performed with the support from the government assignment for of FRC Kazan Scientific Center of RAS.



1. Commoner B., Woolum J.C., Larsson E. Science 165, 703-704 (1969)

2. Milvy P., Kakari S. et al. Ann. of the New York Acad. of Sci. 222, 1102-1111 (1973)

3. Allen A.: JAMA (The Journal of The American Medical Association) 57, 878–80 (1911)

4. Rathore K. I., Kerr B.J. et al. Journal of Neuroscience, 28 (48) 12736-12747 (2008)

5. Plemel J. R., Keough M.B. et al. Progress in Neurobiology 117, 54-72 (2014)

6. Mesquita G., Silva T., Gomes A.C. et al. Scientific Reports. 10, 3061 (2020)