ДНК в клетках существует в комплексе с белками в виде хроматина. На нижнем уровне организации хроматин представляет собой последовательность нуклеосом - белковых дисков, вокруг которых ДНК образует два неполных витка. Нуклеосомы, как и хроматин в целом, являются динамическими структурами, В зависимости от последовательности ДНК наблюдается разное равновесное состояние скрученности ДНК в супервитке нуклеосомы (145, 146 или 147 пар нуклеотидов входят в ее состав). ДНК в нуклеосомах может частично откручиваться, формировать дефекты кручения (петли) и скользить относительно белкового кора нуклеосомы. Скольжение ДНК внутри нуклеосомы является принятым на данный момент способом перемещения нуклеосом в хроматине, показана подвижность нуклеосом на ДНК экспериментально [1,2]. Методом криоэлектронной микрокопии проводилось исследование АТФ-зависимого скольжения ДНК в нуклеосоме, осуществляемое ремоделерами [3]. В этих работах были получены структуры нуклеосом на разных этапах цикла работы ремоделера с помощью негидролизуемых аналогов АТФ, что позволило показать наличие связи между перестройками ДНК и белкового кора нуклеосомы (представленного в виде октамера белков-гистонов). Также проводились работы по численному моделированию динамики скольжения ДНК в нуклеосомах в огрубленном представлении [4]. Но такое представление не дает динамической картины процесса в атомистическом масштабе и не позволяет исследовать связь динамических мод внутри нуклеосомы. Скольжение ДНК относится к микро-/милисекундной динамике нуклеосом, и в настоящее время не доступен для прямого моделирования методом классической молекулярной динамики (МД). Ранее в нашей работе [5] видели сдвиг ДНК на одну пару нуклеотидов близко выходу нуклеосомы (в сайте SSHL 5) - только в одной из ряда микросекундных траекторий. Сейчас стоит задача моделирования скольжения ДНК в МД с использованием эвристик и усиленных методов.

В работе мы использовали три подвода. В первую очередь были проведены расчеты классической МД нуклеосом, в которых уже имелись крупные дефекты кручения ДНК во внутреннем сайте нуклеосомы (SHL 2). Такое состояние было открыто для нуклеосомы в комплексе с ремоделером Snf2 (PDB ID 5Z3L). Наблюдалась ожидаемая релаксация дефекта кручения в сторону ближайшего выхода из нуклеосомы. Это движение сопровождалось перестройкой ДНК-белковых контактов; ключевые контакты гистонов сместились на одну пару нуклеотидов и перешли на соседнюю цепь ДНК. Таким образом, скольжение в данном эксперименте проходило согласно принятой модели штопорообразного механизма. Последующие расчеты проводились методами усиленной МД с применением внешних потенциалов на кристаллических структурах нуклеосом без дефектов кручения ДНК (PDB ID 3LZ0). В частности, проводилось силовое формирование дефекта кручения ДНК в сайте нуклеосомы SHL 5 с помощью наложения гармонического потенциала на коллективную переменную, описывающую кручение. Во втором подходе провиделось “раскачивание” диадной области нуклеосомы методом метадинамики. В обоих случаях были зафиксированы сдвиги цепей ДНК внутри нуклеосомы. Интересным наблюдением оказалось то, что нуклеосомы показали устойчивость к такому внешнему воздействию и увиденные малые сдвиги не вызывали откручивания ДНК. Отметим, что откручивание ДНК происходит спонтанно в микросекундном масштабе времен и показана в классических МД экспериментах. Дальнейшая работа предполагает как дальнейшее развитие методов задания коллективных переменных, описывающих состояния кручения ДНК, так и разработке протоколов моделирования, т.к. классический подход плохо воспроизводит динамические переходы между разными формами ДНК, стабилизируя В-форму.

Таким образом, на данный момент еще не удалось смоделировать полный цикл скольжения ДНК по нуклеосоме, однако были получены динамические модели локального скольжения ДНК в нуклеосоме. Работа поддержана грантом РНФ № 18-74-10006. Работа выполнена с использованием оборудования Центра коллективного пользования сверхвысокопроизводительными вычислительными ресурсами МГУ имени М.В. Ломоносова.



Список используемой литературы:

1. Becker, P.B. Nucleosome Sliding: Facts and Fiction. EMBO J. 2002, 21, 4749–4753, doi:10.1093/emboj/cdf486.

2. Nodelman, I.M.; Bowman, G.D. Biophysics of Chromatin Remodeling. Annu. Rev. Biophys. 2021, 50, 73–93, doi:10.1146/annurev-biophys-082520-080201.

3. Bilokapic, S.; Strauss, M.; Halic, M. Structural Rearrangements of the Histone Octamer Translocate DNA. Nat. Commun. 2018, 9, doi:10.1038/s41467-018-03677-z.

4. Brandani, G.B.; Niina, T.; Tan, C.; Takada, S. DNA Sliding in Nucleosomes via Twist Defect Propagation Revealed by Molecular Simulations. Nucleic Acids Res. 2018, 46, 2788–2801, doi:10.1093/nar/gky158.

5. Armeev, G.A.; Kniazeva, A.S.; Komarova, G.A.; Kirpichnikov, M.P.; Shaytan, A.K. Histone Dynamics Mediate DNA Unwrapping and Sliding in Nucleosomes. Nat. Commun. 2021, 12, doi:10.1038/s41467-021-22636-9.

DNA in cells exists in a complex with proteins called chromatin. At a bottom level of organization, chromatin is a sequence of nucleosomes - protein disks around which DNA forms two incomplete turns. Nucleosomes, like chromatin in general, are steady-dynamic structures. Depending on the DNA sequence, different equilibrium states of DNA supercoiling are observed in the nucleosome (145, 146 or 147 base pairs are engaged). DNA in nucleosomes can partially unwrap, form twist defects (loops) and slide relative to the protein core of the nucleosome. DNA sliding inside the nucleosome is the currently accepted model of nucleosomes repositioning in chromatin; nucleosome mobility on DNA has been shown experimentally [1,2]. The ATP-dependent sliding of DNA in the nucleosome by remodelers has been studied by the method of cryo-electron microcopy [3]. In these works, the structures of nucleosomes at different stages of the remodeling cycle have been obtained using non-hydrolysable ATP analogues. This allowed to show the connection between DNA rearrangements and the protein core of the nucleosome (represented as the octamer of histone proteins). There have also been works on computational modelling of the dynamics of DNA sliding in nucleosomes in a coarse representation [4]. However, this representation does not provide a dynamic model of the process on an atomistic scale and does not allow us to study the coupling of dynamic modes within the nucleosome. DNA sliding refers to the micro/millisecond dynamics of nucleosomes, and is not currently available for direct modelling using classical molecular dynamics (MD). Previously, our work [5] has seen a DNA sliding by one nucleotide pair close to the nucleosome exit (at SSHL 5) - only in one of a series of microsecond trajectories. The challenge now is to model DNA sliding in the MD using heuristics and amplified techniques.

We used three approaches in this work. Firstly, we calculated the classical MD of nucleosomes that already had large DNA twist defects in the inner site of the nucleosome (SHL 2). Such a state was discovered for the nucleosome in complex with the Snf2 remodeler (PDB ID 5Z3L). The expected relaxation of the twist defect towards the nearest exit of the nucleosome was observed. This movement was accompanied by a rearrangement of the DNA-protein contacts; the key histone contacts shifted by one DNA base pair and moved to the opposite DNA strand. Thus, the sliding in this experiment proceeded according to the accepted model of the corkscrew mechanism. Subsequent calculations have been performed using enhanced MD methods using external potentials on crystal structures of nucleosomes without DNA twist defects (PDB ID 3LZ0). In particular, a DNA twist defect in the SHL 5 nucleosome site has been force moved by applying a harmonic potential on the collective variable describing the torsion. In the another approach, the nucleosome dyad region was 'swayed' using the metadynamics. Both cases show shifts of DNA strands within the nucleosome. An interesting observation was that the nucleosomes showed stability to such an external disturbance, and observed small shifts did not cause DNA unwrapping. Note that the DNA unwrapping occurs spontaneously on the microsecond timescale and is shown in previous MD experiments. Further work involves both the further development of methods for setting collective variables describing torsion states of DNA and the development of modelling protocols, as the classical approach poorly reproduces dynamic transitions between different forms of DNA, stabilizing the B-form.

Thus, it is not yet possible to simulate the full DNA sliding cycle in the nucleosome, but dynamic models of local DNA sliding in the nucleosome have been obtained. This work was supported by grant no. 18-74-10006 from the Russian Science Foundation. The work was carried out using the equipment of the Lomonosov Moscow State University's Super High Performance Computing Centre.



List of references used:

1. Becker, P.B. Nucleosome Sliding: Facts and Fiction. EMBO J. 2002, 21, 4749–4753, doi:10.1093/emboj/cdf486.

2. Nodelman, I.M.; Bowman, G.D. Biophysics of Chromatin Remodeling. Annu. Rev. Biophys. 2021, 50, 73–93, doi:10.1146/annurev-biophys-082520-080201.

3. Bilokapic, S.; Strauss, M.; Halic, M. Structural Rearrangements of the Histone Octamer Translocate DNA. Nat. Commun. 2018, 9, doi:10.1038/s41467-018-03677-z.

4. Brandani, G.B.; Niina, T.; Tan, C.; Takada, S. DNA Sliding in Nucleosomes via Twist Defect Propagation Revealed by Molecular Simulations. Nucleic Acids Res. 2018, 46, 2788–2801, doi:10.1093/nar/gky158.

5. Armeev, G.A.; Kniazeva, A.S.; Komarova, G.A.; Kirpichnikov, M.P.; Shaytan, A.K. Histone Dynamics Mediate DNA Unwrapping and Sliding in Nucleosomes. Nat. Commun. 2021, 12, doi:10.1038/s41467-021-22636-9.