Несмотря на то, что в последние годы были достигнуты серьёзные успехи в области терапии рака, онкологические заболевания всё равно остаются серьёзной проблемой по всему миру. Разрабатываемые лекарственные препараты теряют эффективность вследствие развития резистентности, которая снижает положительный эффект химиотерапии и играет важную роль в метастазировании [1,2]. Это определяет острую потребность в разработке новых подходов к терапии и поиску новых лекарственных препаратов. В этом отношении антимикробные пептиды привлекают к себе всё больше внимания исследователей, поскольку фундаментальные отличия липидного состава плазматических мембран здоровых и раковых клеток [3,4] могут быть использованы в нацеливании антимикробных пептидов на опухолевые клетки.

Низин – это нетоксичный лантибиотик, состоящий из 34 аминокислотных остатков. Данный антимикробный пептид был одобрен Управлением по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов и Всемирной организацией здравоохранения для использования в качестве пищевого консерванта [5]. Противоопухолевая активность низина была продемонстрирована на модели рака крови [6,7], ЖКТ [6], печени [6,8] и других. Более того, низин не проявляет активности по отношению к моделям здоровых клеток человека [8,9]. Несмотря на большое количество работ, посвященных исследованию противоопухолевой активности низина, механизмы его действия остаются не до конца ясными. Известно, что низин запускает митохондриальный путь апоптоза [10], процесс, в котором важную роль играют липиды митохондрий – кардиолипины [11]. Поэтому исследование активности низина в кадиолипин-содержащих мембранах может быть важным аспектом.

Целью данной работы являлось изучение молекулярных механизмов действия низина на плоские бислои из фосфолипидов и раковые клеточные культуры, а также оценка перспектив совместного применения низина с малыми молекулами, усиливающими его мембранную активность для подавления роста раковых клеток.

Обнаружено, что низин не образует трансмембранные поры в модельных мембранах, состоящих из диолеилфосфатидилхолина (ДОФХ) или диолеилфосфатидилэтаноламина (ДОФЭ), в концентрации до 2 мМ. Добавление к ДОФХ или ДОФЭ диолеилфосфатидилсерина (ДОФС) (ДОФХ/ДОФС или ДОФЭ/ДОФС, 50/50 мол.%) не влияет на вероятность образования пор, однако приводит к снижению детергентной концентрации низина с 2 мМ до 600-700 мкМ. Замещение ДОФС тетраолеоилкардилипином приводит к появлению ступенеобразных флуктуаций тока при концентрации низина не более 10 мкМ. Согласно полученным результатам, добавление 20 мкМ флоретина к низин-модифицированным мембранам, состоящим из ДОФХ/кардиолипин, вызывает пятикратное увеличение интегрального тока за счёт снижения дипольного потенциала на 100 мВ. В дополнение к этому, флоретин способен потенциировать низин-индуцированную деполяризацию митохондриальных мембран в модельной линии рака печени (HepG2). Комбинации соединений приводят к более сильному падению митохондриального потенциала по сравнению с активностью низина и флоретина по отдельности.

С учетом того, что фосфатидилсерин экстернализируется в процессе трансформации клеток, уменьшение детергентной концентрации низина в ДОФС-содержащих бислоях может способствовать проникновению антибиотика в опухолевые клетки, где он связывается со своими внутриклеточными мишенями. Значительная порообразующая активность низина в присутствии кардиолипина может означать, что низин активирует митохондриальный путь апоптоза путём формирования пор во внутренней мембране митохондрий. Флоретин может быть агонистом низина в процессе деполяризации митохондриальных мембран.

Работа выполнена при финансовой поддержке гранта РНФ № 22-15-00417.

1. Kartal-Yandim M., Adan-Gokbulut A., Baran Y. Molecular mechanisms of drug resistance and its reversal in cancer // Crit. Rev. Biotechnol. Taylor & Francis, 2015. Vol. 36, № 4. P. 716–726.

2. Dagogo-Jack I., Shaw A.T. Tumour heterogeneity and resistance to cancer therapies // Nat. Rev. Clin. Oncol. Nat Rev Clin Oncol, 2018. Vol. 15, № 2. P. 81–94.

3. Skotland T., Sandvig K. Need for more focus on lipid species in studies of biological and model membranes // Progress in Lipid Research. Elsevier Ltd, 2022. Vol. 86. P. 101160.

4. Eggers L.F. et al. Lipidomes of lung cancer and tumour-free lung tissues reveal distinct molecular signatures for cancer differentiation, age, inflammation, and pulmonary emphysema // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2017. Vol. 7, № 1.

5. Shin J.M. et al. Biomedical Applications of Nisin // J. Appl. Microbiol. NIH Public Access, 2016. Vol. 120, № 6. P. 1449.

6. Goudarzi F. et al. In Vitro Characterization and Evaluation of the Cytotoxicity Effects of Nisin and Nisin-Loaded PLA-PEG-PLA Nanoparticles on Gastrointestinal (AGS and KYSE-30), Hepatic (HepG2) and Blood (K562) Cancer Cell Lines // AAPS PharmSciTech. 2018. Vol. 19, № 4. P. 1554–1566.

7. Goudarzi F., Mohsen Esmaeilzadeh ·, Yaghoubi · Hashem. The Mechanisms of Anticancer Activity of Nisin Peptide on Myelogenous Leukemia Cell Line (K562) As a New Treatment: Inducing Apoptosis by Changing in the Expression of Bax and Bcl-2 Genes // Int. J. Pept. Res. Ther. 2021. Vol. 27. P. 2661–2670.

8. Paiva A.D. et al. Toxicity of bovicin HC5 against mammalian cell lines and the role of cholesterol in bacteriocin activity // Microbiol. (United Kingdom). 2012. Vol. 158, № 11. P. 2851–2858.

9. Avand A., Akbari V., Shafizadegan S. In Vitro Cytotoxic Activity of a Lactococcus lactis Antimicrobial Peptide Against Breast Cancer Cells // Iran. J. Biotechnol. Iran National Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, 2018. Vol. 16, № 3. P. e1867.

10. Kamarajan P. et al. Nisin ZP, a bacteriocin and food preservative, inhibits head and neck cancer tumorigenesis and prolongs survival // PLoS One. Public Library of Science, 2015. Vol. 10, № 7.

11. Paradies G. et al. Functional role of cardiolipin in mitochondrial bioenergetics // Biochim. Biophys. Acta - Bioenerg. Elsevier, 2014. Vol. 1837, № 4. P. 408–417.

Even though there is noticeable improvement in cancer therapy in recent years, oncology-related diseases remain a serious global health problem. New developed drugs become ineffective due to multidrug resistance development, which reduces positive effect of chemotherapeutic agents and plays a crucial role in tumor metastasis [1,2]. Given that, there is a high demand of new strategies and specific chemical compounds for cancer treatment improvement. Antimicrobial peptides are becoming more appealing in this regard, since fundamental differences in membranes lipid composition of normal and malignant cells [3,4] might be used for their targeting on cancer cells.

Nisin is non-toxic lantibiotic composed of 34 amino acids, which has been approved by Food and Drug Administration (FDA) and World Health Organization (WHO) for human consumption as a food preservative [5]. Its anticancer activity was shown on blood [6,7], gastrointestinal [6], hepatic [6,8], and other cancer cell lines. Additionally, nisin did not reveal such an activity in case of non-malignant cells [8,9]. Even though there are many works dedicated to nisin’s anticancer activity, its mechanisms of action remain unclear. However, it is known that nisin activates intrinsic apoptosis pathway [10], the process in which cardiolipin, mitochondrial lipid species, plays important role [11]. Thus, it might be crucial to study nisin activity in cardiolipin-contained membranes.

The aim of the current study was to investigate molecular mechanisms of the nisin action on phospholipid planar bilayers and malignant cell cultures, as well as to assess perspectives for nisin utilization in combination with small molecules, which enhance its membrane activity towards malignant cells.

The study revealed that nisin do not form transmembrane pores in the model membranes composed of dioleoyl phosphatidylcholine (DOPC), or dioleoyl phosphatidylethanolamine (DOPE) in concentration up to 2 mM. Introduction of the dioleoyl phosphatidylserine (DOPS) into membrane (DOPC/DOPS, or DOPE/DOPS (50/50 mol%)) did not affect the pore formation probability, but it decreased nisin’s threshold detergent activity from 2 mM to 600-700 uM. Further replacement of DOPS with tetraoleoyl cardiolipin (TOCL) led to step-like current fluctuation appearance, nisin concentrations were no more than 10 uM. According to the obtained results, introduction of phloretin in concentration 20 uM into nisin-modified membranes composed of DOPC/TOCL led to dipole potential decline by 100 mV, which caused five-fold elevation of the steady-state nisin-induced transmembrane current. Additionally, ability of phloretin to potentiate nisin-induced mitochondrial membrane depolarization was shown on HepG2 cell line. The combination of compounds led to a more noticeable decline in depolarization in comparison with their single effect.

Taking into consideration that PS externalizes during carcinogenesis, nisin’s threshold detergent concentration decrease in DOPC-contained bilayers might facilitate its penetration into malignant cells, where it interacts with its intracellular targets. The noticeable pore-forming activity of nisin in presence of TOCL might indicate that nisin causes apoptosis via mitochondrial pathway by forming pores in the inner mitochondrial membrane. Finally, phloretin can be considered as a nisin potentiator in mitochondrial membrane depolarization process.

The study was funded by the Russian Foundation of Science (#22-15-00417)

1. Kartal-Yandim M., Adan-Gokbulut A., Baran Y. Molecular mechanisms of drug resistance and its reversal in cancer // Crit. Rev. Biotechnol. Taylor & Francis, 2015. Vol. 36, № 4. P. 716–726.

2. Dagogo-Jack I., Shaw A.T. Tumour heterogeneity and resistance to cancer therapies // Nat. Rev. Clin. Oncol. Nat Rev Clin Oncol, 2018. Vol. 15, № 2. P. 81–94.

3. Skotland T., Sandvig K. Need for more focus on lipid species in studies of biological and model membranes // Progress in Lipid Research. Elsevier Ltd, 2022. Vol. 86. P. 101160.

4. Eggers L.F. et al. Lipidomes of lung cancer and tumour-free lung tissues reveal distinct molecular signatures for cancer differentiation, age, inflammation, and pulmonary emphysema // Sci. Rep. Nature Publishing Group, 2017. Vol. 7, № 1.

5. Shin J.M. et al. Biomedical Applications of Nisin // J. Appl. Microbiol. NIH Public Access, 2016. Vol. 120, № 6. P. 1449.

6. Goudarzi F. et al. In Vitro Characterization and Evaluation of the Cytotoxicity Effects of Nisin and Nisin-Loaded PLA-PEG-PLA Nanoparticles on Gastrointestinal (AGS and KYSE-30), Hepatic (HepG2) and Blood (K562) Cancer Cell Lines // AAPS PharmSciTech. 2018. Vol. 19, № 4. P. 1554–1566.

7. Goudarzi F., Mohsen Esmaeilzadeh ·, Yaghoubi · Hashem. The Mechanisms of Anticancer Activity of Nisin Peptide on Myelogenous Leukemia Cell Line (K562) As a New Treatment: Inducing Apoptosis by Changing in the Expression of Bax and Bcl-2 Genes // Int. J. Pept. Res. Ther. 2021. Vol. 27. P. 2661–2670.

8. Paiva A.D. et al. Toxicity of bovicin HC5 against mammalian cell lines and the role of cholesterol in bacteriocin activity // Microbiol. (United Kingdom). 2012. Vol. 158, № 11. P. 2851–2858.

9. Avand A., Akbari V., Shafizadegan S. In Vitro Cytotoxic Activity of a Lactococcus lactis Antimicrobial Peptide Against Breast Cancer Cells // Iran. J. Biotechnol. Iran National Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, 2018. Vol. 16, № 3. P. e1867.

10. Kamarajan P. et al. Nisin ZP, a bacteriocin and food preservative, inhibits head and neck cancer tumorigenesis and prolongs survival // PLoS One. Public Library of Science, 2015. Vol. 10, № 7.

11. Paradies G. et al. Functional role of cardiolipin in mitochondrial bioenergetics // Biochim. Biophys. Acta - Bioenerg. Elsevier, 2014. Vol. 1837, № 4. P. 408–417.