При нарушении работы антиоксидантной системы в клетках возрастает количество активных метаболитов кислорода, которые вызывают разнообразные оксидативные повреждения, приводящие клетку к окислительному стрессу [1]. Наиболее опасным проявлением окислительного стресса является пероксидное окисление липидов мембран (ПОЛ). В таком состоянии клетка перестает выполнять важные физиологические функции, что приводит к развитию ряда патологических состояний организма, среди которых сердечно сосудистые заболевания, сахарный диабет, различные формы нейродегенеративных заболеваний. Поэтому на сегодняшний день одним из базовых направлений химической биологии и медицинской химии остается поиск и исследование веществ, обладающих антиоксидантными свойствами и последующая разработка на их основе фармакологических препаратов. Это обуславливает актуальность и практическую значимость разработки биологических моделей, на которых осуществляется эффективное тестирование данных соединений на антиоксидантную активность. Эффективность разрабатываемой модели в первую очередь определяется качеством инициирования ПОЛ в биологическом субстрате, в качестве которого в нашей работе используются эритроциты и наличием надежного количественного критерия, что позволит эффективно дифференцировать про- и антиоксидантную составляющую в действии химических соединений на биологический объект.

Важным этапом в разработке такой модели, является подбор и исследование возможных химических инициатор пероксидного окисления липидов в мембране клетки, относящихся к разным классам химических соединений.

Данная работа посвящена исследованию пероксидного гемолиза эритроцитов под действием двух инициаторов пероксидного окисления липидов, 2,2'-Азобис (2-амидинопропан) дигидрохлорид (AAPH), относящийся к классу диазосоединений, и трет-бутилгидропероксид (t-BuOOH), из класса органических пероксидов.

ААРН в водной среде подвергается мономолекулярному терморазложению, с образованием двух алкильных радикалов и выделением молекулярного азота. Процесс протекает с достаточной эффективность уже при 35-40 ○С. В кислородной среде алкильные радикалы вступают в быструю реакцию с кислородом с образованием пероксильных радикалов, которые снаружи атакуют двойные связи мембранных липидов, инициируя ПОЛ в мембране.

Трет-бутилгидропероксид (t-BuOOH), в отличие от ААPH, не способен самопроизвольно распадаться на радикалы при физиологических температурах. Легко проникая через плазматическую мембрану клетки благодаря высоколипофильному третбутильному фрагменту, t-BuOOH запускает каскад сложных, до конца не изученных, реакций с участием гемоглобина, в ходе которых образуются радикальные продукты, инициирующие процесс ПОЛ в мембране.

Нами установлено, что под действием исследуемых инициаторов в мембране эритроцитов накапливаются соединения, реагирующие с тиобарбитуровой кислотой (ТБК-реактивные продукты), главным из которых является малоновый диальдегид и наблюдается гемолиз эритроцитов, что согласуется с имеющимися литературными данными. В то же время кинетические закономерности гемолиза под действием данных соединений существенно различались.

В широком диапазоне концентраций была исследована кинетика гемолиза 0,2%-ной суспензии эритроцитов мыши под действием ААРН и t-BuOOH. Экспериментальные значения, характеризующие изменение степени гемолиза во времени, аппроксимировали в программе Origin сигмоидальной функцией Больцмана.Оба соединения вызывали концентрационнозависимый гемолитический эффект.

Гемолитическую активность ААРН и t-BuOOH характеризовали величиной периода индукции гемолиза, которую определяли графически по времени достижения 10% гемолиза. В случае ААРН период индукции гемолиза зависел от начальной концентрации инициатора линейно, тогда как аналогичная зависимость для t-BuOOH была существенно нелинейной и хорошо аппроксимировалась биэкспоненциальной функцией, где k1 и k2 равны 2∙10-2 и 65∙10-2, соответственно. Такой характер зависимости может указывать на присутствие в системе двух различных факторов, влияющих на осмотическое равновесие клетки противоположным образом, что может приводить к торможению скорости гемолиза с ростом концентрации инициатора. Это прямо подтверждается более ранним выходом гемолитических кривых на плато при высоких концентрациях t-BuOOH, что ведет к остановке гемолиза.

Хотя оба изученных инициатора способны активировать ПОЛ в мембранах эритроцитов, их гемолитическое действие имеет особенности. Линейное изменение периода индукции гемолиза с ростом концентрации ААPH согласуется с представлением об ААPH как о мономолекулярном генераторе пероксидных радикалов в водной среде. В то же время гемолитический отклик системы на действие t-BuOOH оказывается существенно нелинейным. Это свидетельствует, о том, взаимодействие t-BuOOH с клеткой может включать процессы, не ограничивающиеся пероксидацией липидного субстрата. Эти обстоятельства следует учитывать при возможном практическом использовании указанных соединений в качестве индукторов оксидативного гемолиза эритроцитов.



Литература:

1. Sies, H. Oxidative stress: a concept in redox biology and medicine / H. Sies // Redox Biol. – 2015. - №4. – P. 180-183.

When the cell antioxidant system is disrupted, the amount of active oxygen metabolites increases. It causes various oxidative damage, leading the cell to oxidative stress [1]. The most dangerous manifestation of oxidative stress is membrane lipid peroxidation (LPO). In such state, the cell ceases to perform important physiological functions. It leads to the development of a number of pathological conditions of the body, including cardiovascular diabetes mellitus, and different forms of neurodegenerative diseases. Therefore, at present one of the basic areas of chemical biology and medicinal chemistry is the search and investigation of substances with antioxidant properties and the subsequent development of pharmacological preparations based on them. This determines the relevance and practical significance of the development of biological models for effective testing of these compounds for antioxidant activity. The effectiveness of the developed model is primarily determined by the quality of LPO initiation in a biological and by the presence of a reliable quantitative criterion, which will effectively differentiate the pro- and antioxidant components in the action of chemical compounds on a biological object. In our work erythrocytes was used as biosubstrate.

An important step in the development of such a model is the selection and study of possible chemical initiators of lipid peroxidation in the cell membrane, belonging to different classes of chemical compounds.

This work is devoted to the study of peroxide hemolysis of erythrocytes under the action of two initiators of lipid peroxidation, 2,2'-Azobis (2-amidinopropane) dihydrochloride (AAPH), belonging to the class of diazo compounds, and tert-butyl hydroperoxide (t-BuOOH), from the class of organic peroxides.

AAPH in an aqueous medium undergoes monomolecular thermal decomposition, with the formation of two alkyl radicals and the release of molecular nitrogen. The process proceeds with sufficient efficiency already at 35-40 ○С. In an oxygen environment, alkyl radicals react rapidly with oxygen to form peroxyl radicals, which attack the double bonds of membrane lipids from the outside, initiating lipid peroxidation in the membrane.

Tert-butyl hydroperoxide (t-BuOOH), unlike AAPH, is not able to spontaneously decompose into radicals at physiological temperatures. Easily penetrating through the plasma membrane of the cell due to the highly lipophilic tert-butyl fragment, t-BuOOH triggers a cascade of complex, not fully understood, reactions involving hemoglobin, during which radical products are formed that initiate the LPO process in the membrane.

We found that under the action of the studied initiators, the content of TBARS in the erythrocyte membrane increases and erythrocyte hemolysis is observed, which is consistent with the available literature data. At the same time, the kinetic patterns of hemolysis under the action of these compounds differed significantly.

In a wide range of concentrations, the kinetics of hemolysis of the 0.2% suspension of mouse erythrocytes under the action of AAPH and t-BuOOH was studied. The experimental values characterizing the change in the degree of hemolysis over time were approximated in the Origin program by the sigmoidal Boltzmann function. Both compounds caused a concentration-dependent hemolytic effect.

The hemolytic activity of AAPH and t-BuOOH was characterized by the value of the hemolysis induction period, which was determined graphically by the time to reach 10% hemolysis. In the case of AAPH, the hemolysis induction period depended linearly on the initial concentration of the initiator, while a similar dependence for t-BuOOH was significantly nonlinear and was well approximated by a biexponential function, where k1 and K2 are 2∙10-2 and 65∙10-2, respectively. Such a character of the dependence may indicate the presence in the system of two different factors that affect the osmotic balance of the cell in opposite ways, which can lead to a slowdown in the rate of hemolysis with an increase in the concentration of the initiator. This is directly confirmed by the earlier plateauing of hemolytic curves at high concentrations of t-Buoy, which leads to hemolysis arrest.

Although both studied initiators are capable of activating LPO in erythrocyte membranes, their hemolytic effect has some peculiarities. The linear change in the hemolysis induction period with increasing AAPH concentration is consistent with the concept of AAPH as a monomolecular generator of peroxide radicals in an aqueous medium. At the same time, the hemolytic response of the system to the action of t-BuOOH appears to be essentially non-linear. This indicates that the interaction of t-BuOOH with the cell may include processes that are not limited to peroxidation of the lipid substrate. These circumstances should be taken into account in the possible practical use of these compounds as inducers of oxidative hemolysis of erythrocytes.

Bibliography:

1. Sies, H. Oxidative stress: a concept in redox biology and medicine / H. Sies // Redox Biol. – 2015. - №4. – P. 180-183.